本文原载于《中华危重病急救医学》年第12期
近年来，有关心搏骤停-心肺复苏（CA-CPR）的动物研究有很多，而CA-CPR的动物模型的成功建立无疑为探索CPR方法和高级心脏生命支持（ACLS）提供了重要的基础。在实验动物选择方面，由于大鼠等小动物血容量小，不利于复苏后持续血流动力观察和血指标检测；而犬、猪等大动物由于存在价格昂贵、操作不便等缺点，均不适用于CA-CPR动物模型的建立。家兔兼备大、小动物的优点而成为近期模型常用的研究对象。据此，我们根据目前国内外的研究情况对家兔CA-CPR模型的建立进行综述。
1诱颤法制备家兔CA-CPR模型
诱颤法是用直流/交流电刺激心脏，利用刺激电流干扰心脏窦房结自主电活动来诱发心室纤颤（VF）。其主要模拟临床上VF出现CA的病理生理过程。目前诱颤法主要有经胸壁诱颤、经食道诱颤、开胸直视下诱颤和经右心室诱颤。
1.1?经胸壁诱颤：
经胸壁诱颤是将两根电极分别经胸壁插入心肌外膜，给予直流电刺激后诱发VF[1]。家兔经麻醉、气管插管和胸部备皮后，分别于胸骨左缘第4、5肋间隙心尖搏动最明显处的左右两侧，经皮肤垂直将电极刺入皮下，然后倾斜15°，对准心脏进针约2cm，然后开始用直流恒流进行电刺激（连续单刺激，频率50Hz，初始电流5mA），CA成功后继续刺激2min。初始电流不能诱发CA或者观察期间恢复自主心律且收缩压30mmHg（1mmHg＝0.kPa）者，检查和调整电极位置，3min后以1mA为梯度递增电流强度，至7mA仍不能达到CA标准者为诱发CA失败。CA判断标准：①电刺激后血压降至20mmHg；②动脉搏动波消失。CA后6min开始CPR，胸外按压，按压位置为胸骨体正中，按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径的1/3，按压/放松比为1：1；呼吸机辅助通气，吸入氧浓度（FiO2）为0.21，频率为45次/min，潮气量为15mL/kg；ACLS，CPR即刻静脉注射（静注）肾上腺素0.02mg/kg，必要时每间隔3min重复注射1次。胸外按压1min后若为VF，予以直流电双相波10J除颤，若不能恢复自主循环（ROSC）则在继续按压3min后再次予10J除颤。经上述程序抢救10min，若动物仍未能出现ROSC则为CPR失败。
经胸壁诱颤法对电极放置位置有明确定位，操作成功率较高。但经胸壁电刺激致颤所需电流强弱不一，需要逐渐递增电流强度，而较大电流容易造成皮肤灼伤、心肌损伤和骨骼肌痉挛等并发症，对全身其他器官和血流动力学也有很大影响。此外，动物胸壁厚度及电极位置的偏差均会影响诱颤效果及复苏成功率，因此该方法的稳定性和重复性均不高。
1.2?经食道诱颤：
经食道诱颤是将一根电极放入食道近心脏处，另一根电极插入心前区心脏搏动最明显处，电刺激后诱发VF[2]。家兔完成麻醉及常规手术操作，胸部备皮后于心前区心尖搏动最明显处皮下插入电极，食道内置入食道调搏电极，电极金属环位置距门牙16cm处，使用交流电刺激器对兔进行恒流电刺激（频率50Hz，电流35mA）。CA判断标准：①电刺激后动脉收缩压逐渐下降至25mmHg以下；②血压监测的动脉搏动波形消失；③停止电刺激后心电监护示心电图波形为VF、无脉性电活动（PEA）或CA。降至目标值后计时持续电刺激60s。CA后5min开始CPR，胸外按压，按压位置为胸骨正中，按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径1/3；呼吸机辅助通气，FiO2为0.21，呼吸频率为60次/min，潮气量为10mL/kg；ACLS，按压同时予肾上腺素0.02mg/kg（2min内推完），然后缓慢静注50g/L碳酸氢钠5mL。按压2min后若心电监护提示VF，给予20J的能量除颤；如无效，继续复苏，2min后相同能量重复除颤。ROSC判断标准：①恢复室上性心律；②平均动脉压（MAP）≥60mmHg并且维持10min以上。经上述程序抢救15min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
经食道诱颤法操作简单，对动物创伤小。但由于诱颤电极没有直接作用于心脏，诱颤所需时间较长和诱导电流较大，限制了该方法的应用。
1.3?开胸直视下诱颤：
开胸直视下诱颤是指暴露心脏后直视下在心脏上放入电极，电刺激后诱发VF[3,4]。麻醉动物后行气管插管并给予机械通气（FiO2为0.21，通气频率为40次/min，吸呼比为1：1.5）。完成术前准备后，从胸骨正中剪开胸腔，切口长约6～8cm，充分暴露心尖和右心房，将电极分别放置于右心房及左心室，采用交流电心外膜下致颤（电流约20mA）。CA判断标准：①心电图示VF波形；②MAP20mmHg。如复苏前恢复自主心律，可重新致颤。CA后5min开始CPR，胸内心脏按压；呼吸机辅助通气（同术前）；ACLS，按压即刻予肾上腺素0.02mg/kg（3min推完）。若复苏2min后仍未ROSC，进行胸内除颤。经上述程序抢救10min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
开胸直视下诱颤法因所需电流小，对于心脏及其他器官影响均较小，更接近于临床实际，其诱颤效果确切，复苏成功率较高，模型稳定性及重复性均较好。但开胸本身就是一个很大的创伤，对家兔的血流动力学及呼吸功能有明显影响，在分析实验结果及讨论时应加以充分注意。
1.4?经右心室诱颤：
经右心室诱颤是将一根电极经右侧颈静脉插入右心室，另一根电极置于心尖搏动最明显处，直流电刺激后诱发室颤[5,6]。麻醉插管及常规术前准备后，经右颈静脉插入诱颤导丝至右心室内膜（小儿深静脉穿刺导丝），心尖部皮下插入另一根电极，两者形成的回路可通过电刺激诱导发生VF。判断导丝是否插入右心室内膜：①导丝尖端到达心内膜时可见导丝随心脏搏动而规律波动；②心电图示QRS主波方向突然变成与原来相反方向；或者出现室性期前收缩（室早）、室性心动过速（室速）等心律失常，并伴有相应的血压波形变化。交流电致颤（电流为4mA，持续时间为2min）如复苏前恢复自主心律且收缩压25mmHg者可反复诱发。CA判断标准：①电刺激后收缩压迅速下降至25mmHg以下；②动脉搏动波消失，动脉搏动波形近似一条直线；③停止电刺激后心电图波形为VF、PEA或心室停顿。CA后4min开始CPR，胸外按压，按压位置为胸骨中下1/3，按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径1/3；呼吸机辅助通气（FiO2为1.00，通气频率45次/min，潮气量10mL/kg；ACLS：按压2min后静推肾上腺素0.02mg/kg；按压4min后给予25J的能量除颤；除颤后继续按压，观察心电图表现，如ROSC则停止按压，否则继续按压1min后再次观察，如为VF则除颤，未能ROSC者继续按压。ROSC判断标准：①恢复室上性心律；②MAP60mmHg并且维持10min以上。经上述程序抢救10min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
经右心室诱颤效果确切，复苏成功率较高，与其他诱颤方法相比更接近于临床实际，与临床常见的CA具有相似的病理生理过程，近年来该方法的应用也逐渐增多。经右心室诱颤法操作相对其他诱颤方法复杂，本课题组采用先经右颈静脉插入鞘管、再通过鞘管插入诱颤导丝至右心室内膜，模型建立成功率更高[5,6]。
2
窒息法制备家兔CA-CPR模型
窒息法是指夹闭家兔气管插管后，由缺氧导致的CA。其主要模拟临床上气道梗阻、异物及溺水等原因引起窒息所导致的CA病理生理过程。
2.1?以窒息时间作为判断标准：
该方法主要以夹闭气管时间（窒息时间）作为模型建立的标准，目前比较常见的有窒息7min[7]和8min[8]两种方法。家兔麻醉后完成术前准备操作，于呼气末夹闭气管插管致CA。CA判断标准：①MAP30mmHg；②VF、电-机械分离或心室停搏；③心尖区听诊心音消失，颈动脉置管处局部波动消失；④动物皮肤、黏膜发绀。气管夹毕至规定时间后开始CPR，胸外按压，按压位置为胸骨正中，按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径1/3；呼吸机辅助通气，FiO2为1.00，通气频率30次/min，潮气量15～20mL/kg；ACLS，按压的同时静推肾上腺素0.02mg/kg。ROSC判断标准：①心电图出现气管夹闭前的正常心电图表现；②MAP升到60mmHg并且持续1min以上；③可触及明显的心脏搏动；④动物皮肤、黏膜发绀明显减轻。经上述程序抢救15min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
此外，有研究者在以夹闭气管时间作为模型建立标准的同时还提及CA时间：气管夹闭13min，CA时间约为4.5～5.5min[9]，而夹闭气管插管13min，CA时间为4～5min[10]。
2.2?以CA时间作为判断标准：
该方法是指夹闭气管后，以CA时间为标准，目前常见的CA时间为3min[11]、4min[12]、5min[13]。动物麻醉、气管插管后给予机械通气（FiO2为0.21，通气频率50次/min，潮气量10mL/kg，吸呼比为1：2），完成置管等术前操作。于呼气末夹闭气管插管，达到规定CA时间后进行CPR。CA判断标准：①无自主心律、出现PEA或VF；②MAP≤10mmHg。CA达到规定时间后进行CPR，胸外按压，按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径1/3；呼吸机辅助通气，FiO2为1.00，通气频率50次/min，潮气量10mL/kg。进行2minCPR后给予5s评估，行ACLS，按压的同时静推肾上腺素0.2mg/kg（3min内推完）。如在复苏期间出现VF，每2min给予10J能量除颤，直至ROSC。ROSC判断标准：MAP升到60mmHg并且持续5min以上。经上述程序抢救10min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
此外，有部分研究者在动物窒息前通过静注肌松剂抑制呼吸[9,10,13,14]，主要药物有顺苯磺阿曲库铵（0.2mg/kg）、维库溴铵（2mg/kg）和氯化琥珀胆碱（1mg/kg）。
窒息法致颤操作简单，对实验室条件及实验设备要求不高，可行性及可重复性较强；此外，由于不需交流电诱颤及开胸，对心脏及其他器官影响小。窒息后心电图主要表现为PEA，与临床上CA主要变现为VF有较大差异，只能模拟临床上表现为PEA的CA，因此在实验结论方面应注意解释。由于在窒息后一段时间内动物会表现出血压逐渐升高，并会持续一段时间，这对于CA的精确判断会产生影响。
3
心脏停搏液注射法制备家兔CA-CPR模型
心脏停搏液注射法是指经静脉注射氯化钾诱导CA[15]。将家兔麻醉后平卧位固定，中心静脉注射冰氯化钾致CA。CA判断标准：①心电监护示VF、电-机械分离或心室停搏；②MAP≤20mmHg；③动脉搏动消失。CA后3min予CPR，胸外按压，按压频率为次/min；呼吸机辅助通气，FiO2为1.00，通气频率为45次/min，潮气量为10mL/kg；行ACLS，CPR2min静推肾上腺素0.02mg/kg（2min内推完）。ROSC判断标准：①心电图示窦性心律，②MAP40mmHg持续1min。经上述程序抢救15min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
心脏停搏液注射法操作简单，只需通过静脉注射心脏停博液即可诱导CA。可通过心电图和MAP精确判断出CA停止时间，对心脏功能影响较小，因此，即使停搏时间较长，复苏成功率也较高，在观察长时间CA后脑损伤方面具有较大的优势。但应注意到注射氯化钾剂量不易控制，氯化钾蓄积会引起电解质紊乱，这对后续的研究会产生影响。
此外，还有研究采用中心静脉快速推注冰氯化钾并夹闭气管导管诱导CA[16,17]。
4
静注三磷酸腺苷（ATP）或合用硫酸镁制备
家兔CA-CPR模型
静注ATP或合用硫酸镁法是通过静脉注射ATP或者联用硫酸镁诱导CA[18]。静注1%ATP6mL或静脉联用ATP和硫酸镁混合液6mL（ATP：硫酸镁＝2：1，ATP4mL+硫酸镁2mL）诱导CA。CA判断标准：①有创血压监测显示动脉搏动波消失且MAP10mmHg；②心电图示直线、VF或电-机械分离。CA后4min开始CPR，胸外按压,按压频率为次/min，按压深度为胸廓前后径1/3；呼吸机辅助通气，FiO2为0.21，通气频率50次/min，潮气量20mL/kg；ACLS，复苏1min后静注肾上腺素0.04mg/kg。ROSC判断标准：①出现室上性节律（包括窦性、房性或交界性心律）；②MAP20mmHg并持续1min以上。经上述程序抢救10min，若动物仍未能ROSC则为CPR失败。
两种方法均可以诱导CA，但ATP合用硫酸镁诱导CA时间短，ROSC成功率更高，表明ATP合用硫酸镁诱导CA有望成为一种新的CA动物模型制备方法。但ATP合用硫酸镁致颤法需考虑ATP干扰动物机体能量代谢和硫酸镁引起的电解质紊乱等问题。
5
大血管钳夹法制备家兔CA-CPR模型
大血管钳夹法是指夹闭主动脉及腔静脉诱导CA[19]。沿胸部正中线稍偏右开胸暴露心脏，分离主动脉与腔静脉，分别从主动脉起始部及腔静脉各套一丝线，丝线穿过一细塑料管，通过塑料管钳夹主动脉与腔静脉两端丝线以致CA，血液断流3min，放开动脉夹，开始CPR。该方法模拟临床上电-机械分离的病理生理过程，但由于开胸本身的创伤和血管夹闭位置与时间的差异，使得该动物模型和临床实际情况存在一定的差别。
6
布比卡因注射法制备家兔CA-CPR模型
布比卡因注射法是通过静注局麻药物布比卡因诱导CA[20,21]。家兔麻醉、气管插管后予机械通气（FiO2为1.00，通气频率为60次/min，吸呼比1：4），机械通气后静注维库溴铵0.1mg/kg。经耳缘静脉注射0.75%布比卡因10mg/kg，5s内注射完毕；CA后30s内不进行干预，模拟临床识别和反应时间；30s后进行CPR。该动物模型可用于模拟临床上局麻药中毒致CA的病理生理过程。
7
小结
综上，近年来家兔CA-CPR模型的制备有了很大的进展，根据临床上不同的病理生理过程，设计出不同的模型种类，研究者可根据
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